Expression hétérologue et électrophysiologie végétale

L’IPSiM héberge une plateforme d’expression hétérologue et d’électrophysiologie végétale (EHEV-IPSiM) unique en France. La plateforme regroupe 8 postes d’enregistrements dédiés à des applications spécifiques pour l’expression hétérologue de protéines membranaires de plantes dans des systèmes d’expression cellulaires (ovocytes de xénopes, cellules animales en culture, protoplastes végétaux), et/ou pour des analyses électrophysiologiques (caractérisation d’activité de protéines de transport, essentiellement par voltage-clamp ou patch-clamp sur cellules isolées). Elle est placée sous la responsabilité scientifique d’Anne-Aliénor Véry, DR CNRS et l’Ingénieur en charge de la plateforme est Claire Corratgé-Faillie, IR CNRS.
La plateforme sert aussi de support pour la formation théorique et pratique d’étudiants dans le cadre d’écoles thématiques (« Transport », Univ. Montpellier, école d’électrophysiologie CNRS/INSERM/ Univ. Montpellier « E2M » et l’école internationale bisannuelle « Mistral ») et forme chaque année des jeunes chercheurs à l’électrophysiologie.

Merci de mentionner clairement les conseils et le soutien technique apporté par le personnel de la plateforme soit en ajoutant le personnel directement impliqué dans la liste des co-auteurs soit en mentionnant la plateforme dans les remerciements :
Exemple : « We acknowledge the Heterologous Expression and Plant Electrophysiology (EHEV) platform from the Institute for Plant Sciences of Montpellier (IPSiM) for their advices and assistance. »

 
 
Modalité d’accès

Prendre contact avec :

Responsable scientifique Anne-Aliénor Véry, DR CNRS

Ingénieur en charge de la plateforme Claire Corratgé-Faillie, IR CNRS

Les principaux protocoles pour la préparation des solutions de perfusion, les réglages des étireuses, la programmation des séquences de voltage-clamp sont consignés et accessibles ci-dessous dans l’onglet Protocoles. La gestion des principaux consommables est assurée par la plateforme et la maintenance des matériels est financée sur une ligne spécifique du budget de l’UMR IPSiM. L’agenda de la plateforme (réservation des postes d’enregistrement) est accessible par une application en ligne sur l’Intranet de l’IPSiM (Pour les scientifiques extérieurs, merci de prendre contact avec les responsables).
Un comité des usagers de la plateforme est réuni annuellement par les responsables scientifiques.

Personnels / Organigramme
Expertises
Expression hétérologue

La plateforme offre des possibilités d’expression hétérologue dans différents contextes :

  • Cellules végétales (expression transitoire par « floral dip », « PEG » et « biolistique »)
  • Cellules animales (ovocytes de Xénopes, lignées cellulaires animales)

Ces systèmes d’expression sont utilisés à l’IPSiM, principalement pour la caractérisation de protéines membranaires impliquées dans le transport. S’ils offrent la possibilité d’étudier les propriétés fonctionnelles de ces protéines par différents moyens disponibles à l’IPSiM (spectrométrie 15N pour les transporteurs d’azote/acides aminés, utilisation de traceurs radiomarqués ([3H]-ABA/[3H]-IAA) pour les transporteurs d’hormones, gonflement osmotique de protoplastes ou ovocytes pour les aquaporines, …) et sont à ce titre utilisés par pratiquement toutes les équipes de l’IPSiM, ces systèmes d’expression hétérologue sont plus particulièrement exploités dans la seconde composante de la plateforme dédiée aux enregistrements électrophysiologiques.

Electrophysiologie

La plateforme regroupe huit postes d’enregistrement dédiés à des applications spécifiques.

Poste Patch-clamp Laser

Un premier poste de patch-clamp (Patch-clamp Laser) est équipé d’un laser pour la microdissection de la paroi pecto-cellulosique et permet des enregistrements en patch-clamp in situ sur les poils racinaires (unique en France).

Un deuxième poste de patch-clamp (Patch-clamp Imagerie) est équipé d’un système d’imagerie de la fluorescence (monochomateur + source conventionnelle avec filtres, caméra EMCCD ultra-sensible refroidie) et permet le patch-clamp couplé à l’imagerie par fluorescence (GFP) ou bioluminescence (sonde calcique aequorine).

Ces deux postes sont également disponibles pour des enregistrements en patch-clamp conventionnels, sur protoplaste, cellule animale en culture ou ovocyte de Xénope.

Poste ovocyte (TEVC)

Les six autres postes sont installés dans une grande salle attenante à l’atelier de fabrication des microélectrodes. Deux postes au design identique (Poste Ovocyte 1 et Poste Ovocyte 2) sont dédiés aux enregistrements des forts courants souvent observés dans les ovocytes sur-exprimant des canaux sur ovocyte de Xénope (voltage-clamp à deux électrodes). L’ergonomie de ces deux postes a été optimisée pour en faciliter l’accès à des opérateurs débutants (quelques jours de formation seulement sont nécessaires).

Le troisième poste de patch-clamp (Poste single channel) de la plateforme a été optimisé pour les enregistrements de courants à travers des canaux ioniques isolés (« single channel recording »).

Un autre poste (Poste Signalisation) est dédié aux enregistrements sur système foliaire de plantes entières (Arabidopsis ou plantules de graminées). Il permet l’enregistrement extracellulaire de signaux électriques propagés en réponse à divers stimuli. L’équipement de ce poste permet l’acquisition en différentiel sur 40 canaux différents (électrodes extra-cellulaires), pour enregistrer les signaux électriques (de type potentiel d’action) et cartographier leur propagation dans le système foliaire.

Poste Racine

Un poste (Poste Racine) permet les enregistrements intra et extra-cellulaires à l’aide de microélectrodes à potentiel et/ou de microélectrodes ioniques spécifiques (H+, K+, NO3, …). Le design de ce poste est optimisé pour les racines et permet, par exemple la mesure simultanée de la différence de potentiel et du flux ionique transmembranaires.

Le dernier poste (en construction) sera équipé d’un microscope motorisé spécifique (x320 stéréo et x1000 mono) et permettra les enregistrements intracellulaires de potentiel de membrane ou de concentration ionique.

Formations
    • École thématique – MISTRAL (Montpellier international School on ion and water TRansport in plants) [ 2016 ] [ 2018 ] [ 2022 ]
    • École d’électrophysiologie de Montpellier (E2M) – [ 2018 ] [ 2020 ] [ 2022 ]
    • École thématique – Transport membranaire chez les plantes [ 2020 ]
Actualités
Publications

Justyna Jaślan, Alexis De Angeli (2022) Heterologous expression reveals that GABA does not directly inhibit the vacuolar anion channel AtALMT9. Plant Physiol. (accepted) [doi] [Abstract] [pdf] [PubMed]

Wang L, Ning Y, Sun J, Wilkins KA, Matthus E, McNelly RE, Dark A, Rubio L, Moeder W, Yoshioka K, Véry A-A, Stacey G, Leblanc-Fournier N, Legué V, Moulia B, Davies JM (2022) Arabidopsis thaliana Cyclic Nucleotide-Gated Channel2 mediates extracellular ATP signal transduction in root epidermis. New Phytol., 234(2):412-421

Nieves-Cordones M, Azeem F, Long Y, Boeglin M, Duby G, Mouline K, Hosy E, Vavasseur A, Chérel I, Simonneau T, Gaymard F, Leung J, Gaillard I, Thibaud J-B, Véry A-A, Boudaoud A, Sentenac H (2022) Non-autonomous stomatal control by pavement cell turgor via the K+ channel subunit AtKC1 . Plant Cell, (accepted)

Wang L, Ning Y, Sun J, Wilkins KA, Matthus E, McNelly RE, Dark A, Rubio L, Moeder W, Yoshioka K, Véry A-A, Stacey G, Leblanc-Fournier N, Legué V, Moulia B, Davies JM (2022) Arabidopsis thaliana Cyclic Nucleotide-Gated Channel2 mediates extracellular ATP signal transduction in root epidermis. New Phytol., 234(2):412-421

Wang L*, Zhao L-N*, Shah IH, Ramirez DC, Boeglin M, Véry A-A, Sentenac H, Zhang Y-D✉ (2022) Na+ Sensitivity of the KAT2-Like Channel Is a Common Feature of Cucurbits and Depends on the S5-P-S6 Segment. Plant Cell Physiol., 63(2):279-289

Hoang MTT, Almeida DM, Chay S, Alcon C, Corratgé-Faillie C, Curie C, Mari S (2021) AtDTX25, a member of the multidrug and toxic compound extrusion family, is a vacuolar ascorbate transporter that controls intracellular iron cycling in Arabidopsis. New Phytol., 231(5):1956-1967

Ronzier E, Corratgé-Faillie C, Sanchez F, Brière C, Xiong TC (2021) Ca2+-dependent protein kinase 6 enhances KAT2 shaker channel activity in Arabidopsis thaliana. Int. J. Mol. Sci., 22(4):1596

Morales de los Ríos L, Corratgé-Faillie C, Raddatz N, Mendoza I, Lindahl M, De Angeli A, Lacombe B, Quintero FJ, Pardo JM (2021) The Arabidopsis protein NPF6.2/NRT1.4 is a plasma membrane nitrate transporter and a target of protein kinase CIPK23. Plant Physiol. Bioch., 168:239-251

Barbi F, Vallon L, Guerrero-Galán C, Zimmermann SD, Melayah D, Abrouk D, Doré J, Lemaire M, Fraissinet-Tachet L, Luis P, Marmeisse R (2021) Datamining and functional environmental genomics reassess the phylogenetics and functional diversity of fungal monosaccharide transporters. Appl. Microbiol. Biotechnol., 105(2):647-660

Müller T, Neuhäuser B, Ludewig U, Houdinet G, Zimmermann SD, Courty P-E, Wipf D (2020) New insights into HcPTR2A and HcPTR2B, two high-affinity peptide transporters from the ectomycorrhizal model fungus Hebeloma cylindrosporum. Mycorrhiza, 30(6):735-747

Khan I, Mohamed S, Regnault T, Mieulet D, Guiderdoni E, Sentenac H, Véry A-A (2020) Constitutive contribution by the rice OsHKT1;4 Na+ transporter to xylem sap desalinization and low Na+ accumulation in young leaves under low as high external Na+ conditions. Front. Plant Sci., 11:1130

Somasundaram S*, Véry A-A*, Vinekar RS*, Ishikawa T, Kumari K, Pulipati S, Kumaresan K, Corratgé-Faillie C, Sowdhamini R, Parida A, Shabala L, Shabala S, Venkataraman G (2020) Homology modeling identifies crucial amino-acid residues that confer higher Na+ transport capacity of OcHKT1;5 from Oryza coarctata Roxb . Plant Cell Physiol., 61(7):1321-1334

Drain A*, Thouin J*, Wang L-M, Boeglin M, Pauly N, Nieves-Cordones M, Gaillard I, Véry A-A, Sentenac H (2020) Functional characterization and physiological roles of the single Shaker outward K+ channel in Medicago truncatula. Plant J., 102(6):1249-1265

Léran S*, Noguéro M*, Corratgé-Faillie C, Boursiac Y, Brachet C, Lacombe B (2020) Functional characterization of the Arabidopsis abscisic acid transporters NPF4.5 and NPF4.6 in Xenopus oocytes. Front. Plant Sci., 11:144

Hmidi D, Messedi D, Corratgé-Faillie C, Marhuenda T, Fizames C, Zorrig W, Abdelly C, Sentenac H, Véry A-A (2019) Investigation of Na+ and K+ transport in halophytes: Functional analysis of the HmHKT2;1 transporter from Hordeum maritimum and expression under saline conditions. Plant Cell Physiol., 60(11):2423-2435

Locascio A, Marques MC, García-Martínez G, Corratgé-Faillie C, Andrés-Colás N, Rubio L, Fernández JA, Véry A-A, Mulet JM, Yenush LP (2019) BCL2-ASSOCIATED ATHANOGENE4 regulates the KAT1 potassium channel and controls stomatal movement. Plant Physiol., 181(3):1277-1294

Villette J, Cuéllar T, Zimmermann SD, Verdeil J-L, Gaillard I (2019) Unique features of the grapevine VvK5.1 channel support novel functions for outward K+ channels in plants. J. Exp. Bot., 70(21):6181-6193

Thouin J, Guo M-Y, Zribi I, Pauly N, Mouradi M, Cherki G, Sentenac H, Véry A-A (2019) The Medicago truncatula HKT family: Ion transport properties and regulation of expression upon abiotic stresses and symbiosis. bioRxiv,

Sol S, Valkov VT, Rogato A, Noguéro M, Gargiulo L, Mele G, Lacombe B, Chiurazzi M (2019) Disruption of the Lotus japonicus transporter LjNPF2.9 increases shoot biomass and nitrate content without affecting symbiotic performances. BMC Plant Biol., 19:380

Wang L-M, Guo M-Y, Thibaud J-B, Véry A-A, Sentenac H (2019) A repertoire of cationic and anionic conductances at the plasma membrane of Medicago truncatula root hairs. Plant J., 98(3):418-433

Nieves-Cordones M, Andrianteranagna M, Cuéllar T, Chérel I, Gibrat R, Boeglin M, Moreau B, Paris N, Verdeil J-L, Zimmermann SD, Gaillard I (2019) Characterization of the grapevine Shaker K+ channel VvK3.1 supports its function in massive potassium fluxes necessary for berry potassium loading and pulvinus-actuated leaf movements. New Phytol., 222(1):286-300

Prado K, Cotelle V, Li G, Bellati J, Tang N, Tournaire-Roux C, Martinière A, Santoni V, Maurel C (2019) Oscillating aquaporin phosphorylations and 14-3-3 proteins mediate the circadian regulation of leaf hydraulics. Plant Cell, 31(2):417-429

Huang L-T*, Zhao L-N*, Gao L-W, Véry A-A, Sentenac H, Zhang Y-D (2018) Constitutive expression of CmSKOR, an outward K+ channel gene from melon, in Arabidopsis thaliana involved in saline tolerance. Plant Sci., 274:492-502

Guerrero-Galán C, Delteil A, Garcia K, Houdinet G, Conéjéro G, Gaillard I, Sentenac H, Zimmermann SD (2018) Plant potassium nutrition in ectomycorrhizal symbiosis: properties and roles of the three fungal TOK potassium channels in Hebeloma cylindrosporum. Environ. Microbiol., 20(5):1873-1887

Noguéro M*, Léran S*, Bouguyon E, Brachet C, Tillard P, Nacry P, Gojon A, Krouk G, Lacombe B (2018) Revisiting the functional properties of NPF6.3/NRT1.1/CHL1 in Xenopus oocytes. bioRxiv,

Nieves-Cordones M, Mohamed S, Tanoi K, Kobayashi N, Takagi K, Vernet A, Guiderdoni E, Périn C, Sentenac H, Véry A-A (2017) Production of low-Cs+ rice plants by inactivation of the K+ transporter OsHAK1 with the CRISPR-Cas system. Plant J., 92(1):43-56

Corratgé-Faillie C, Ronzier E, Sanchez F, Prado K, Kim J-H, Lanciano S, Leonhardt N, Lacombe B, Xiong TC (2017) The Arabidopsis guard cell outward potassium channel GORK is regulated by CPK33. Febs Lett., 591(13):1982-1992

Campbell MT, Bandillo N, Al Shiblawi FRA, Sharma S, Liu K, Du Q, Schmitz AJ, Zhang C, Véry A-A, Lorenz AJ, Walia H (2017) Allelic variants of OsHKT1;1 underlie the divergence between indica and japonica subspecies of rice (Oryza sativa) for root sodium content. PLoS Genet., 13(6):e1006823

Tounsi S, Ben Amar S, Masmoudi K, Sentenac H, Brini F, Véry A-A (2016) Characterisation of two HKT1;4 transporters from Triticum monococcum to elucidate the determinants of the wheat salt tolerance Nax1 QTL. Plant Cell Physiol., 57(10):2047-2057

Charpentier M, Sun J, Vaz Martins T, Radhakrishnan GV, Findlay K, Soumpourou E, Thouin J, Véry A-A, Sander D, Morris RJ, Oldroyd GED (2016) Nuclear-localized cyclic nucleotide-gated channels mediate symbiotic calcium oscillations. Science, 352(6289):1102-1105

Wang L, Yang S-Y, Guo M-Y, Huang Y-N, Sentenac H, Véry A-A, Su Y-H (2016) The S1-S2 linker determines the distinct pH sensitivity between ZmK2.1 and KAT1. Plant J., 85(5):675-685

Lefoulon C*, Boeglin M*, Moreau B, Véry A-A, Szponarski W, Dauzat M, Michard E, Gaillard I, Chérel I (2016) The Arabidopsis AtPP2CA protein phosphatase inhibits the GORK K+ efflux channel and exerts a dominant suppressive effect on phosphomimetic-activating mutations. J. Biol. Chem., 291(12):6521-6533

Yang G, Sentenac H, Véry A-A, Su Y-H (2015) Complex interactions among residues within pore region determine the K+ dependence of a KAT1-type potassium channel AmKAT1. Plant J., 83(3):401-412

Grondin A, Rodrigues O, Verdoucq L, Merlot S, Leonhardt N, Maurel C (2015) Aquaporins contribute to ABA-triggered stomatal closure through OST1-mediated phosphorylation. Plant Cell, 27(7):1945-1954

Léran S, Edel KH, Pervent M, Hashimoto K, Corratgé-Faillie C, Offenborn JN, Tillard P, Gojon A, Kudla J, Lacombe B (2015) Nitrate sensing and uptake in Arabidopsis are enhanced by ABI2, a phosphatase inactivated by the stress hormone abscisic acid. Sci. Signal., 8(375):ra43

Léran S, Garg B, Boursiac Y, Corratgé-Faillie C, Brachet C, Tillard P, Gojon A, Lacombe B (2015) AtNPF5.5, a nitrate transporter affecting nitrogen accumulation in Arabidopsis embryo. Sci. Rep.-UK, 5:7962

Ronzier E, Corratgé-Faillie C, Sanchez F, Prado K, Brière C, Leonhardt N, Thibaud J-B, Xiong TC (2014) CPK13, a non-canonical CPK, specifically inhibits KAT2 and KAT1 Shaker channels and reduces stomatal opening. Plant Physiol., 166(1):314-326

Jammes F, Leonhardt N, Tran D, Bousserouel H, Véry A-A, Renou J-P, Vavasseur A, Kwak JM, Sentenac H, Bouteau F, Leung J (2014) Acetylated 1,3-diaminopropane antagonizes abscisic acid-mediated stomatal closing in Arabidopsis. Plant J., 79(2):322-333

Nieves-Cordones M, Chavanieu A, Jeanguenin L, Alcon C, Szponarski W, Estaran S, Chérel I, Zimmermann S, Sentenac H, Gaillard I (2014) Distinct amino acids in the C-linker domain of the Arabidopsis K+ channel KAT2 determine its subcellular localization and activity at the plasma membrane. Plant Physiol., 164(3):1415-1429

Xiong TC, Ronzier E, Sanchez F, Corratgé-Faillie C, Mazars C, Thibaud J-B (2014) Imaging long distance propagating calcium signals in intact plant leaves with the BRET-based GFP-aequorin reporter. Front. Plant Sci., 5:43

Ben Amar S, Brini F, Sentenac H, Masmoudi K, Véry A-A (2014) Functional characterization in Xenopus oocytes of Na+ transport systems from durum wheat reveals diversity among two HKT1;4 transporters. J. Exp. Bot., 65(1):213-222

Ranocha P, Dima O, Nagy R, Felten J, Corratgé-Faillie C, Novák O, Morreel K, Lacombe B, Martinez Y, Pfrunder S, Jin X, Renou J-P, Thibaud J-B, Ljung K, Fischer U, Martinoia E, Boerjan W, Goffner D (2013) Arabidopsis WAT1 is a vacuolar auxin transport facilitator required for auxin homoeostasis. Nat. Commun., 4:2625

Cuéllar T, Azeem F, Andrianteranagna M, Pascaud F, Verdeil J-L, Sentenac H, Zimmermann S, Gaillard I (2013) Potassium transport in developing fleshy fruits: The grapevine inward K+ channel VvK1.2 is activated by CIPK-CBL complexes and induced in ripening berry flesh cells. Plant J., 73(6):1006-1018

Sassi A, Mieulet D, Khan I, Moreau B, Gaillard I, Sentenac H, Véry A-A (2012) The rice monovalent cation transporter OsHKT2;4: revisited ionic selectivity. Plant Physiol., 160(1):498-510

Oomen RJFJ, Benito B, Sentenac H, Rodríguez-Navarro A, Talón M, Véry A-A, Domingo C (2012) HKT2;2/1, a K+-permeable transporter identified in a salt tolerant rice cultivar through surveys of natural genetic polymorphism. Plant J., 71(5):750-762

Laohavisit A*, Shang Z*, Rubio L, Cuin TA, Véry A-A, Wang A, Mortimer JC, Macpherson N, Coxon KM, Battey NH, Brownlee C, Park OK, Sentenac H, Shabala S, Webb AAR, Davies JM (2012) Arabidopsis annexin1 mediates the radical-activated plasma membrane Ca2+– and K+-permeable conductance in root cells. Plant Cell, 24(4):1522-1533

Lopez D, Bronner G, Brunel N, Auguin D, Bourgerie S, Brignolas F, Carpin S, Tournaire-Roux C, Maurel C, Fumanal B, Martin F, Sakr S, Label P, Julien J-L, Gousset-Dupont A, Venisse J-S (2012) Insights into Populus XIP aquaporins: evolutionary expansion, protein functionality, and environmental regulation. J. Exp. Bot., 63(5):2217-2230

Mian A*, Oomen RJFJ*, Isayenkov S, Sentenac H, Maathuis FJM, Véry A-A (2011) Overexpression of a Na+ and K+-permeable HKT transporter in barley improves salt tolerance. Plant J., 68(3):468-479

Jeanguenin L, Alcon C, Duby G, Boeglin M, Chérel I, Gaillard I, Zimmermann S, Sentenac H, Véry A-A (2011) AtKC1 is a general modulator of Arabidopsis inward Shaker channel activity. Plant J., 67(4):570-582

Held K*, Pascaud F*, Eckert C, Gajdanowicz P, Hashimoto K, Corratgé-Faillie C, Offenborn JN, Lacombe B, Dreyer I, Thibaud J-B, Kudla J (2011) Calcium-dependent modulation and plasma membrane targeting of the AKT2 potassium channel by the CBL4/CIPK6 calcium sensor/protein kinase complex. Cell Res., 21(7):1116-1130

Zhang Y-D*, Véry A-A*, Wang L-M, Deng Y-W, Sentenac H, Huang D-F (2011) A K+ channel from salt-tolerant melon inhibited by Na+. New Phytol., 189(3):856-868

Gajdanowicz P, Michard E, Sandmann M, Rocha M, Guedes Corrêa LG, Ramírez Aguilar S, Gomez-Porras JL, González W, Thibaud J-B, van Dongen JT, Dreyer I (2011) Potassium (K+) gradients serve as a mobile energy source in plant vascular tissues. P. Natl. Acad. Sci. USA, 108(2):864-869

Qualité
Accès restreint / réservé

Ecole d’Electrophysiologie de Montpellier 2020 (E2M 2020)

théorie : du 30 mars au 3 avril 2020 – pratique : du 11 au 15 mai 2020 – Date limite d’inscription : 15 février 2020.

MISTRAL 2018

2-13 juillet 2018 – Montpellier International School on ion and water TRAnsport in PLant – BPMP, Montpellier – Organisateurs : Alain Gojon & Anne-Aliénor Véry

E2M 2018

26-30 mars 2018 (théorie) & 14-18 mai 2018 (pratique) – Ecole d’électrophysiologie de Montpellier – Contact BPMP : Hervé Sentenac