Atelier de Quantifications Isotopiques (AQuI)
L’Atelier des Isotopes Stables, hébergé par l’UMR Institut des Sciences des Plantes de Montpellier (IPSiM), a été créée en 1990 pour fournir un service d’analyse national au sein de l’INRAE. Depuis, ses missions ont considérablement évolué, et Il assure l’analyse des teneurs isotopiques en 15N, 13C, 18O, et 34S non radioactifs d’échantillons en provenance d’un grand nombre de laboratoires non seulement de l’INRAE, mais aussi d’autres institutions de recherche, y compris étrangères. L’Atelier a également pour mission de soutenir les programmes de recherche de l’UMR IPSiM qui étudient les mécanismes de la nutrition azotée et carbonée des plantes, avec un accent mis sur le transport et le métabolisme des composés N et C. Améliorer la nutrition minérale des plantes, notamment la nutrition azotée, est un enjeu important pour l’agriculture d’aujourd’hui qui doit trouver des solutions pour diminuer l’apport d’engrais chimiques et ainsi limiter la pollution due au nitrate, tout en conservant une production optimale des cultures. Au-delà du service analytique, l’objectif de l’atelier est de réaliser des développements méthodologiques permettant de quantifier et de « tracer » l’azote et le carbone dans la plante dans diverses conditions. Pour cela, l’atelier est équipé de 2 spectromètres de masse isotopiques très performants.
Modalités d'accès
Contact
Avant toute demande d’analyse, il est préférable de contacter Thibaut Perez au 04-99-61-25-18 ou par mail
Adresse postale : Thibaut Perez, Institut des Sciences des Plantes de Montpellier (IPSiM) – UMR CNRS/INRAE/Institut Agro/UM, Place Viala
34060 Montpellier Cedex France.
Tarifs
Pour obtenir un devis, téléchargez la fiche de demande, renseignez la et envoyez la à umr-ipsim-aqui@supagro.fr
Personnels / Organigramme
Expertise
Analyses et quantification directe :
- des teneurs en 15N et 13C d’échantillons végétaux ou animaux, et du sol
- du 15N2 et 13CO2 de l’atmosphère
- du 15NO (gaz), 15NO3– et 15NH4+ (solution liquide)
- du 13C dans les acides nucléiques
- du 15N et/ou 13C dans les ovocytes de Xénope (mesures de transport après expression hétérologue de transporteurs membranaires végétaux, en collaboration avec la plateforme d’électrophysiologie végétale du laboratoire IPSiM).
Matériels / Technologies
L’Atelier est équipé de deux systèmes automatisés d’analyse en flux continu, constitués
- d’un spectromètre de masse Precision couplé à un analyseur Elementar Pyrocube
- d’un spectromètre de Masse Isoprime couplé à un analyseur élémentaire EA Eurovector.
Ces deux systèmes permettent l’analyse des échantillons solides.
Ces deux équipements sont complétés par des analyseurs gazeux permettant l’injection directe du CO2 et du N2.
Formations
AQuI a participé à l’école thématique MISTRAL (Montpellier International School on ion and water TRansport in pLants) en 2012, 2014 et 2016 et 2018.
Module : Functional characterization of ion uptake in plants using stable isotopes and root architecture analysis : a case study with N03–.
Actualités
Publications
Publications récentes ayant incorporé les résultats analytiques de l’Atelier :
Vasseur F✉, Cornet D, Beurier G, Messier J, Rouan L, Bresson J, Ecarnot M, Stahl M, Heumos S, Gerard M, Reijnen H, Tillard P, Lacombe B, Emanuel A, Floret J, Estarague A, Przybylska S, Sartori K, Gillespie LM, Baron E, Kazakou E, Vile D, Violle C (2022) A perspective on plant phenomics: coupling deep learning and near-infrared spectroscopy.. Front. Plant Sci., 13:836488
Rasoarinaivo AR✉, Razafimbelo TM, Blanchart E, Chapuis-Lardy L, Chevallier T, Bouillet J-P, Trap J (2022) Specific effects of tree species on soil carbon sequestration in a rice-tree association mesocosm experiment: Evidence from natural 13C abundance. Rhizosphere, 21:100485
Kupcsik L, Chiodi C, Moturu TR, De Gernier H, Haelterman L, Louvieaux J, Tillard P, Sturrock CJ, Bennett MJ, Nacry P, Hermans C✉ (2021) Oilseed rape cultivars show diversity of root morphologies with the potential for better capture of nitrogen. Nitrogen, 2(4):491-505
Couchoud M, Salon C, Girodet S, Jeudy C, Vernoud V*✉, Prudent M*✉ (2020) Pea efficiency of post-drought recovery relies on the strategy to fine-tune nitrogen nutrition. Front. Plant Sci., 11:204
Li Y, Brooks MD, Yeoh-Wang J, McCoy RM, Rock TM, Pasquino AV, Moon CI, Patrick RM, Tanurdzic M, Ruffel S, Widhalm JR, McCombie WR, Coruzzi GM✉ (2020) SDG8-mediated histone methylation and RNA processing function in the response to nitrate signaling. Plant Physiol., 182(1):215-227
Pichereaux C*, Laurent E-A*, Gargaros A, Viudes S, Durieu C, Lamaze T✉, Grieu P, Burlet-Schiltz O✉ (2019) Analysis of durum wheat proteome changes under marine and fungal biostimulant treatments using large-scale quantitative proteomics: A useful dataset of durum wheat proteins. J. Proteomics, 200:28-39
Merret R✉, Carpenier M-C, Favory J-J, Picart C, Descombin J, Bousquet-Antonelli C, Tillard P, Lejay L, Deragon J-M, Charng Y-Y✉ (2017) Heat-shock protein HSP101 affects the release of ribosomal protein mRNAs for recovery after heat shock. Plant Physiol., 174(2):1216-1225
Li G, Tillard P, Gojon A, Maurel C✉ (2016) Dual regulation of root hydraulic conductivity and plasma membrane aquaporins by plant nitrate accumulation and high-affinity nitrate transporter NRT2.1. Plant Cell Physiol., 57(4):733-742
Wahbi S, Maghraoui T, Hafidi M, Sanguin H, Oufdou K, Prin Y, Duponnois R, Galiana A✉ (2016) Enhanced transfer of biologically fixed N from faba bean to intercropped wheat through mycorrhizal symbiosis. Appl. Soil Ecol., 107:91-98
Léran S, Edel KH, Pervent M, Hashimoto K, Corratgé-Faillie C, Offenborn JN, Tillard P, Gojon A, Kudla J, Lacombe B✉ (2015) Nitrate sensing and uptake in Arabidopsis are enhanced by ABI2, a phosphatase inactivated by the stress hormone abscisic acid. Sci. Signal., 8(375):ra43
Léran S, Garg B, Boursiac Y, Corratgé-Faillie C, Brachet C, Tillard P, Gojon A, Lacombe B✉ (2015) AtNPF5.5, a nitrate transporter affecting nitrogen accumulation in Arabidopsis embryo. Sci. Rep.-UK, 5:7962
Léran S, Muños S, Brachet C, Tillard P, Gojon A, Lacombe B✉ (2013) Arabidopsis NRT1.1 is a bidirectional transporter involved in root-to-shoot nitrate translocation. Mol. Plant, 6(6):1984-1987
Vasseur F, Violle C, Enquist BJ, Granier C, Vile D (2012) A common genetic basis to the origin of the leaf economics spectrum and metabolic scaling allometry. Ecol. Lett., 15(10):1149-1157
Laguerre G, Heulin-Gotty K, Brunel B, Klonowska A, Le Quéré A, Tillard P, Prin Y, Cleyet-Marel J-C, Lepetit M (2012) Local and systemic N signaling are involved in Medicago truncatula preference for the most efficient Sinorhizobium symbiotic partners. New Phytol., 195(2):437-449
Laugier E, Bouguyon E, Mauriès A, Tillard P, Gojon A, Lejay L (2012) Regulation of high-affinity nitrate uptake in roots of Arabidopsis depends predominantly on post-transcriptional control of the NRT2.1/NAR2.1 transport system . Plant Physiol., 158(2):1067-1078
Kiba T, Feria-Bourrellier A-B, Lafouge F, Lezhneva L, Boutet-Mercey S, Orsel M, Bréhaut V, Miller AJ, Daniel-Vedele F, Sakakibara H, Krapp A (2012) The Arabidopsis nitrate transporter NRT2.4 plays a double role in roots and shoots of nitrogen-starved plants[. Plant Cell, 24(1):245-258
Qualité
L’AQuI est labellisé « fiabilité des mesures » de niveau 2 par le CT2M.
Accès restreint / réservé
